Identifizierung von QTLs für Wurzelfarbe und Carotinoidgehalt in F2-Populationen japanischer Orangenkarotten

Wissenschaftliche Berichte Band 12, Artikelnummer: 8063 (2022) Diesen Artikel zitieren

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Karotten sind eine Hauptquelle für Provitamin A in der menschlichen Ernährung. Zwei der wichtigsten Merkmale für die Karottenzucht sind der Carotinoidgehalt und die Wurzelfarbe. Um genomische Regionen zu untersuchen, die mit diesen Merkmalen in Zusammenhang stehen, und DNA-Marker für die Karottenzucht zu entwickeln, führten wir eine Assoziationsanalyse basierend auf einem allgemeinen Liner-Modell unter Verwendung genomweiten Einzelnukleotid-Polymorphismus (SNPs) in zwei F2-Populationen durch, die beide aus Kreuzungen von Karotten mit Orangenwurzeln stammten in Japan gezüchtet. Die Analyse ergab 21 signifikante quantitative Trait Loci (QTLs). Um den Nachweis der QTLs zu validieren, führten wir außerdem eine QTL-Analyse basierend auf einer zusammengesetzten Intervallkartierung dieser Populationen durch und entdeckten 32 QTLs. Elf der QTLs wurden sowohl durch die Assoziations- als auch durch die QTL-Analyse nachgewiesen. Die physische Position einiger QTLs ließ auf zwei mögliche Kandidatengene schließen, ein Orange-Gen (Or) zur visuellen Farbbewertung sowie den α- und β-Carotingehalt und ein Chromoplasten-spezifisches Lycopin-β-Cyclase-Gen (CYC-B) für β /α-Carotin-Verhältnis. Ein auf dem Or entwickelter KASP-Marker unterschied einen quantitativen Farbunterschied in einer anderen, verwandten Zuchtlinie. Die nachgewiesenen QTLs und der DNA-Marker werden zur Karottenzüchtung und zum Verständnis der Carotinoid-Biosynthese und -Akkumulation in orangefarbenen Karotten beitragen.

Karotte (Daucus carota L.), eine Hauptquelle für Provitamin-A-Carotine in der menschlichen Ernährung, wird weltweit konsumiert1. Karotten reichern reichlich Carotinoide in ihren Pfahlwurzeln an, und es wird angenommen, dass diese Carotinoide (die für die orangefarbene Pigmentierung in den Karottenwurzeln verantwortlich sind) gesundheitsfördernde Wirkung haben2. Bei Karottenpfahlwurzeln wurde eine Vielzahl von Farben beobachtet, darunter Orange, Weiß, Gelb, Rot und Lila. Quantitative Trait Loci (QTL)-Analysen und Assoziationsstudien für die Wurzelfarbe und den Carotinoidgehalt von Karotten wurden in mehreren Populationen durchgeführt und über wichtige und nützliche QTLs berichtet3,4,5,6. Diese Studien verwendeten Populationen, die aus Kreuzungen zwischen Akzessionen stammten und deutlich unterschiedliche Wurzelfarben wie Orange und Weiß3,4,5 sowie Orange und Dunkelorange4 zeigten, und andere Studien verwendeten untereinander gekreuzte Populationen, die aus weißen, gelben, roten und orangefarbenen Karotten stammten6.

Die Carotinoid-Biosynthese ist gut etabliert und ein hochkonservierter Carotinoid-Biosyntheseweg wurde in vielen Pflanzenarten charakterisiert (Abb. 1)7,8,9. In Karotten wurden mehrere Carotinoid-Biosynthesegene kartiert3, und die freigesetzten Gesamtgenomsequenzen der Karotten zeigten orthologe und homologe Gene, die am Carotinoid-Biosyntheseweg beteiligt sind10,11. Es wurden auch mehrere Gene identifiziert, die an der Biosynthese und Anreicherung von Carotinoiden in Karotten beteiligt sind. In Karotten wurde ein Ortholog der Carotinhydroxylase CYP97A3 im Carotinoid-Biosyntheseweg identifiziert; Es steuert das α-Carotin, den Gesamtcarotinoidgehalt und das α/β-Carotin-Verhältnis12. Eine Kandidatengen-Assoziationsstudie des Carotinoid-Biosynthesewegs ergab Zusammenhänge zwischen dem Gesamt-Carotinoid- und β-Carotin-Gehalt und den Genen Zeaxanthin-Epoxidase (ZEP), Phytoen-Desaturase (PDS) und Carotinoid-Isomerase (CRTISO), zwischen dem α-Carotin-Gehalt und die Gene CRTISO und Plastid Terminal Oxidase (PTOX) sowie zwischen Farbkomponenten und dem Gen ZEP6.

Wege der Carotinoid-Biosynthese. Der Carotinoid-Biosyntheseweg ist in Schwarz dargestellt, die Carotinoid-Biosynthese-Gene in Blau. Die Abbildung wurde zusammengestellt und zusammengefasst von Stanley et al.8 und Al-Babili et al.9. PSY, Phytoen-Synthase; PDS, Phytoen-Desaturase; Z-ISO, ζ-Carotin-Isomerase; ZDS, ζ-Carotin-Desaturase; CRTISO, Carotin-Isomerase; LCYE, Lycopin-ε-Cyclase; LCYB, Lycopin-β-Cyclase; CYP97A3, β-Hydroxylase vom Cytochrom-P450-Typ; CYP97C1, ε-Hydroxylase vom Cytochrom-P450-Typ; CYC-B, Chromoplasten-spezifische Lycopin-β-Cyclase; BCH, β-Carotinhydroxylase; ZEP, Zeaxanthinepoxidase; NSY, Neoxanthin-Synthase; CCS, Capsanthin-Capsorubin-Synthase.

Es wurde auch berichtet, dass nicht nur Gene im Carotinoid-Biosyntheseweg, sondern auch Gene mit anderen Funktionen den Carotinoidgehalt erheblich beeinflussen. Y- und Y2-Loci sind für die meisten Farbunterschiede der orangefarbenen, gelben und weißen Karottenwurzeln verantwortlich13. Das Y-Gen wurde identifiziert, und es wurde die Hypothese aufgestellt, dass dieses Gen die Entwicklung des Photosystems und funktionelle Prozesse, einschließlich Photomorphogenese und Wurzeldetiolierung, reguliert10. Der Y2-Locus wurde auf ca. 650-kb-Genomregion; Darüber hinaus befand sich in der Kandidatenregion kein annotiertes Gen, das am Carotinoid-Biosyntheseweg beteiligt ist. Ein Orange (Or)-Gen, das erstmals in Blumenkohl identifiziert wurde und für eine ungewöhnlich erhöhte β-Carotin-Akkumulation15 verantwortlich war, wurde in Karotten identifiziert und wird mit dem Vorhandensein von Carotinoid in Karotten in Verbindung gebracht16. Allerdings sind die Gene, Polymorphismen und QTLs, die an der Carotinoid-Biosynthese und der Carotinoid-Akkumulation beteiligt sind und quantitative Unterschiede in der Wurzelfarbe und den Carotinoiden verursachen, nicht vollständig geklärt, insbesondere bei den orangefarbenen Karotten.

In Japan bevorzugen Verbraucher eine leuchtend orange Wurzelfarbe für Karotten, und eine Sorte mit einheitlicher Wurzelfarbe ist beliebt. Es gibt Akzessionen, die quantitative Farbunterschiede bei leuchtend orangefarbenen Wurzeln aufweisen, und Züchter in Japan haben unter den Akzessionen mit leuchtend orangefarbenen Wurzeln die beste „hellorange“ und gleichmäßigste Farbe ausgewählt. In der japanischen Karottenzüchtung wurde daher nach DNA-Markern gesucht, mit denen quantitative Unterschiede innerhalb der leuchtend orangen Farbe unterschieden werden können. Um dieses Ziel zu erreichen, gab es keine Studie mit Populationen, die aus einer Kreuzung zwischen Orangenwurzelkarotten mit quantitativen Farbunterschieden stammten, aber die kürzliche Veröffentlichung ganzer Genomsequenzen von Karotten hat es sogar einfacher gemacht, Gesamtgenomkonstitutionen mit hoher Markerdichte zu analysieren in den Populationen, die von genetisch ähnlichen Orangenkarotten abstammen10,11.

In der vorliegenden Studie haben wir zwei F2-Populationen entwickelt, die einen gemeinsamen Elternteil haben. Beide Populationen entstanden aus Kreuzungen zwischen Orangenwurz-Eltern. Wir haben eine Assoziations- und QTL-Analyse durchgeführt, um QTLs zu erkennen, die quantitative, aber wichtige Unterschiede in der Wurzelfarbe und dem Carotinoidgehalt bei Karotten mit oranger Wurzelfarbe verursachen.

Wir haben zwei F2-Populationen (A und B) mit orangefarbenen Karottenpflanzen entwickelt, die von einem japanischen Saatgutunternehmen, Fujii Seed (Osaka, Japan), gezüchtet wurden. Population A wurde aus einer Kreuzung zwischen Fs001 und Fs002 abgeleitet, und Population B wurde aus einer Kreuzung zwischen Fs002 und Fs003 abgeleitet (Abb. 2). Fs002 war der Pollenelternteil für die F2-Population A und der Samenelternteil für die F2-Population B. Pflanzen der F2-Populationen A (n = 146) und B (n = 136) wurden von Mitte Februar bis Anfang Juni 2018 auf einem natürlichen Feld kultiviert Narashino, Chiba, Japan, und wird zur DNA-Extraktion und zur visuellen Bewertung der Wurzelfarben verwendet. Wurzeln der Population A wurden auch zur Quantifizierung des Carotinoidgehalts mittels Hochleistungsflüssigkeitschromatographie (HPLC) und zur Messung von Farbkomponenten verwendet.

Abstammungsbilder der Pflanzenmaterialien, der F2-Populationen A und B und der Zuchtlinie C. Fs002 wurde als gemeinsames Zuchtmaterial verwendet.

Um einen entwickelten DNA-Marker auf dem Or-Gen zu untersuchen, verwendeten wir auch die Zuchtlinie C, die von Fujii Seed gezüchtet wurde. Diese Linie wurde unter Verwendung von Fs002 als eines der Zuchtmaterialien entwickelt (Abb. 2). Die Zuchtlinie C wurde von Ende März bis Anfang Juli 2017 auf einem natürlichen Feld in Oirase, Aomori, Japan, kultiviert und 40 Pflanzen für die DNA-Extraktion und die visuelle Bewertung der Wurzelfarben verwendet.

Experimentelle Forschung und Feldstudien zu Pflanzenmaterialien entsprechen den relevanten institutionellen, nationalen und internationalen Richtlinien und Gesetzen.

Die visuelle Bewertung der Wurzelfarben wurde von zwei erfahrenen Züchtern bei Fujii Seed durchgeführt. Die Wurzelfarben wurden visuell auf zehn Grade oranger Dunkelheit in der F2-Population A und auf sieben Grade in der F2-Population B und auf drei Grade in der Zuchtlinie C bewertet. In der F2-Population A wurden Farbkomponenten (L*, a* und b*) wurden mit einem Spektrokolorimeter (Modell CM2600d, Minolta, Tokio) gemessen, das mit einer 5-mm-Messfläche ausgestattet war. Die Farbkomponenten L*, a* und b* sind Komponenten des CIELAB-Farbraums (auch bekannt als CIE L*a*b*). Die Farbkomponente L* stellt die wahrgenommene Helligkeit dar und definiert Schwarz als 0 und Weiß als 100. Die Farbkomponente a* stellt die Gegenfarben Grün-Rot dar, mit negativen Werten in Richtung Grün und positiven Werten in Richtung Rot. Die Farbkomponente b* stellt die blau-gelben Gegenspieler dar, mit negativen Werten in Richtung Blau und positiven Werten in Richtung Gelb. Die Oberfläche des mittleren Teils der gewaschenen Karottenwurzel wurde dreimal gemessen und die Durchschnittswerte wurden für phänotypische Daten verwendet.

Karottenwurzeloberfläche, also ca. 1–2 mm der Epidermis und des äußeren Phloems in der Mitte der Wurzeln wurden abgeschnitten und gesammelt. Die gesammelten Proben wurden sofort in flüssigem Stickstoff eingefroren und bei –80 °C gelagert. Wurzelepidermis und äußeres Phloem wurden für die HPLC verwendet, da die visuellen und Farbkomponentenbewertungen auf der Karottenwurzeloberfläche durchgeführt wurden. Die Extraktion für die HPLC wurde wie beschrieben6 mit einer Verkleinerung und einigen Modifikationen durchgeführt. Gefrorene Proben wurden mit einer Rohrmühlensteuerung (S001, IKA, Staufen, Deutschland) zu einem pulverförmigen Zustand zerkleinert. Die Extraktion erfolgte auf ca. 50 mg (50 mg ± 5 %) zerkleinertes gefrorenes Material, zu dem zunächst 50 µL b-Apo-8'-Carotinal mit 5 µg/ml als interner Standard hinzugefügt wurden. Die Proben wurden mit 600 µL MgCO3 0,57 %, 3,5-Di-tert-butyl-4-hydroxytoluol (BHT) 0,1 % in Methanol gemischt, dann gevortext und mit 600 µL 0,1 % BHT-haltigem Chloroform gemischt. Nach 10-maligem vertikalen Mischen und 15-minütiger Inkubation im Dunkeln bei 4 °C wurden 600 µL Reinstwasser zugegeben und die Proben 10 Minuten bei 236 g zentrifugiert. Als nächstes wurden 400 µL der unteren Schicht unter Vakuumverdampfung konzentriert und der Trockenextrakt in 50 µL Aceton mit 0,1 % BHT gelöst. Die Proben wurden während des gesamten Verfahrens bei 4 °C aufbewahrt und vor direktem Licht geschützt.

Die Carotinoidquantifizierung wurde auf einem Ultimate 3000 HPLC-System gekoppelt mit einem Diodenarray-Detektor (Thermo Fisher Scientific, Waltham, MA, USA) gemäß den Anweisungen des Herstellers mit geringfügigen Modifikationen durchgeführt. Carotinoide wurden auf einer Acclaim C30-Säule (150 × 2,1 mm, 3 µm, Thermo Fisher Scientific) getrennt. Die mobilen Phasen waren Acetonitril als Eluent A, Methanol/Essigsäureether (1:1, Vol./Vol.) als Eluent B und 10 mM Ameisensäure (pH 3,0) als Eluent C. Das Elutionsprogramm war wie folgt: die Anteile des Lösungsmittels A, B und C betrugen nach 0–2 Minuten 85 % A, 14,5 % B und 0,5 % C; 85 %–44,5 % A, 14,5 %–55 % B und 0,5 % C nach 2–7 Minuten; 44,5 % A, 55 % B und 0,5 % C nach 7–21 Minuten; und kehrte nach 21,1–28,5 Minuten zu den ursprünglichen Bedingungen (85 % A, 14,5 % B und 0,5 % C) zurück. Die Flussrate betrug 0,4 ml/min. Das Injektionsvolumen der gefilterten Probe durch einen 0,22 µm PTFE-Membranfilter betrug 3,9 µL. Die Analyten wurden mit einem Photodiodenarray-Detektor bei 450 nm nachgewiesen. Die Daten wurden mit der Software Chromeleon 7 (Thermo Fisher Scientific) analysiert, basierend auf einer internen Kalibrierung unter Verwendung von b-Apo-8'-Carotinal und der Extraktionsausbeute.

Die gesamte genomische DNA wurde mit dem DNeasy Plant Mini Kit (Qiagen, Hilden, Deutschland) aus jungen Blättern von Karottenpflanzen extrahiert. Eine Double-Digest-Restriktionsstellen-assoziierte DNA-Sequenzierungsanalyse (ddRAD-seq) wurde wie beschrieben17 mit den Restriktionsenzymen PstI und MspI durchgeführt. Die ddRAD-seq-Bibliotheken wurden auf einer HiSeq 4000-Plattform (Illumina, San Diego, CA) im Paired-End-101-Nukleotid-(nt)-Modus wie beschrieben17 konstruiert und sequenziert. Die primäre Datenverarbeitung wie das Löschen minderwertiger Basen und das Trimmen von Adaptern, das Kartieren auf das Referenzgenom und das Filtern von Einzelnukleotid-Polymorphismen (SNPs), um SNPs mit hoher Zuverlässigkeit zu erhalten, wurde wie beschrieben mit einigen Modifikationen durchgeführt18. Kurz gesagt, Sequenzen mit geringer Qualität wurden entfernt und Adapter wurden mit PRINSEQ (Version 0.20.4)19 und fastx_clipper im FASTX-Toolkit (Version 0.0.13) (http://hannonlab.cshl.edu/fastx_toolkit) gekürzt. . Die gefilterten Lesevorgänge wurden mit Bowtie 2 (Version 2.1.0; Parameter: –minins 100 –no-mixed)20 auf das Karottengenom Daucus carota v2.010 abgebildet. Die resultierenden SAM-Dateien (Sequence Alignment/Map Format) wurden in BAM-Dateien (Binary Sequence Alignment/Map Format) konvertiert und einem SNP-Aufruf mit der Option mpileup von SAMtools (Version 0.1.19; Parameter: Standard)21 unterzogen, um a zu erhalten VCF-Datei (Variant Call Format) einschließlich SNP-Informationen. Die VCF-Dateien wurden mit VCFtools (Version 0.1.14)22 gefiltert. Die Parameter für VCFtools waren wie folgt: –maf 0,05 –max-alleles 2 –min-alleles 2 –minDP 5 –minQ 999 –maxmissing 0,95 –remove-indels.

Für die Assoziationsanalyse haben wir QTLs basierend auf einem allgemeinen linearen Modell (GLM) mithilfe der Merkmalsanalyse nach Assoziation, Evolution und Verknüpfung (TASSEL) ermittelt. 5.2.4023. Die Schwellenwerte für die Assoziation wurden auf 1,6 × 10–5 (= 0,05/3159) und 2,6 × 10–5 (= 0,05/1901) bei einem Signifikanzniveau von 5 % nach Bonferroni-Korrektur in den F2-Populationen A bzw. B festgelegt.

Verknüpfungskarten für die QTL-Analyse wurden mit Lep-MAP324 aus gefilterten VCF-Dateien erstellt. Für die Markierungsqualitätsfilterung wurde ein Filtermodul verwendet, das auf dataTolerance = 0,001 eingestellt war, um durch die Trennung verzerrte Markierungen auszuschließen. Das Modul „Separate Chromosomen“ wurde auf lodLimit = 8 für F2-Population A und lodLimid = 20 für F2-Population B eingestellt, nachdem die Module „Join Singles“ und „Order Markers“ auf informativMask = 123 und sexAveraged = 1 festgelegt wurden. QTL-Analysen wurden mithilfe einer zusammengesetzten Intervallkartierung durchgeführt, die von implementiert wurde Zmapqtl-Programm (Modell 6), bereitgestellt in Ver. 2.5 von Windows QTL Cartographer25. Genomweite Schwellenwerte (α = 0,05) wurden verwendet, um mutmaßliche QTLs basierend auf den Ergebnissen von 1.000 Permutationen zu erkennen.

Für den Vergleich der Genomsequenzen möglicher Kandidatengene zwischen Elternpflanzen in den F2-Populationen A und B führten wir eine Sanger-Sequenzierung der Gene vom Startcodon bis zum Stopcodon durch. Die bei der Sanger-Sequenzierung verwendeten Primer sind in der Ergänzungstabelle S1 aufgeführt.

Der KASP-Marker, der in dieser Studie ein SNP-on-Or-Gen genotypisiert, wurde gemäß den Anweisungen des Herstellers (Biosearch Technologies, Novato, CA) entwickelt und durchgeführt.

Die Sequenzen von LCYE, LCYB, CYC-B, NSY und CCS in mehreren gemeldeten Pflanzenarten wie Solanum lycopersicum, Carica papaya, Citrus sinensis, Capsicum annuum und Lillium lancifolium26,27,28,29, Arabidopsis7 und Karotte30 wurden erhalten aus den öffentlichen Datenbanken NCBI (http://www.ncbi.nlm.nih.gov) und Phytozome (https://phytozome.jgi.doe.gov/pz/portal.html#). Wir haben CLUSTALW31 verwendet, um die Aminosäuresequenzen auszurichten und den phylogenetischen Baum mithilfe der von MEGA X33 bereitgestellten Neighbor-Joining-Methode32 erstellt.

Die F2-Populationen A und B zeigten bei allen Wurzelfarbbewertungen beide eine Normalverteilung (Suppl. Abb. S1), was auf eine polygene Vererbung der Karottenwurzelfarbe schließen lässt. Die ddRAD-seq-Analyse erkannte 3.159 bzw. 1.901 SNPs mit hoher Zuverlässigkeit in den F2-Populationen A und B. Die Zusammenhänge wurden anhand dieser genotypischen Daten und Werten aus der visuellen Auswertung und Auswertungen der Farbbestandteile und Carotingehalte in den Karottenwurzeln untersucht. In der F2-Population A wurden signifikante Assoziationen für die visuelle Beurteilung der Wurzelfarbe festgestellt (Abb. 3a); Farbkomponenten a* (Abb. 3c) und b* (Abb. 3d); α-Carotin (Abb. 3e), β-Carotin (Abb. 3f) und Luteingehalt (Abb. 3g); und das β/α-Carotin-Verhältnis (Abb. 3h) in der Wurzel (Tabelle 1). Für die Farbkomponente L* wurden keine signifikanten Assoziationen festgestellt (Abb. 3b).

Manhattan-Diagramme für die Farbe der Karottenpfahlwurzeln in der F2-Population A. Diagramme für die visuelle Bewertung (a), L* (b), a* (c), b* (d), α-Carotin-Gehalt (e), β-Carotin-Gehalt (f), Luteingehalt (g) und das β/α-Carotin-Verhältnis (h). Die horizontale Linie zeigt die Bonferroni-Korrektur (0,05).

Die Assoziationen für die visuelle Bewertung, die Farbkomponenten a* und b* sowie den Gehalt an α- und β-Carotin auf Chromosom 1 wurden an nahe gelegenen physischen Positionen festgestellt, und die höchsten Assoziationen wurden an einer physischen Position um 31 MB festgestellt (Abb. 3, Tabelle 1), was darauf hindeutet, dass diese Assoziationen durch einen identischen QTL verursacht werden. Die physischen Positionen der Assoziationen für den α- und β-Carotingehalt auf Chromosom 3 lagen nahe beieinander, und die höchsten Assoziationen wurden bei einer physischen Position um 6 MB festgestellt (Abb. 3, Tabelle 1). Eine in Population B für die visuelle Farbbewertung auf Chromosom 3 entdeckte Assoziation zeigte die höchste Assoziation an der physischen Position 5,4 Mb, und diese physische Position war ähnlich denen der in Population A für α- und β-Carotingehalte entdeckten Assoziationen (Abb. 3). , 4, Tabelle 1). Diese Ergebnisse legen nahe, dass die Assoziationen durch eine identische QTL verursacht werden. Interessanterweise wurde die auf Chromosom 5 nachgewiesene Assoziation (die die höchste Assoziation für die visuelle Auswertung in der F2-Population A zeigt) in keiner anderen Auswertung festgestellt (Abb. 3, Tabelle 1).

Manhattan-Plots für die Farbe der Karotten-Pfahlwurzeln in der F2-Population B. Plots zur visuellen Bewertung der Farbe der Karottenwurzeln. Horizontale Linie: Bonferroni-Korrektur (0,05).

Um die Gültigkeit der durch die Assoziationsanalyse erkannten QTLs zu untersuchen, haben wir auch eine QTL-Analyse zur Erstellung von Verknüpfungskarten durchgeführt. Die Verzerrung der Markersegregation in den beiden F2-Populationen wurde mit einem Chi-Quadrat-Test im Vergleich zum erwarteten Verhältnis von 1:2:1 untersucht. In den Populationen A und B trennten sich 2.370 Marker von insgesamt 3.159 Markern und 1.442 Marker von insgesamt 1.901 Markern im Verhältnis 1:2:1 (P < 0,01). Wir haben diese beiden Populationen daher als F2-Generationen analysiert. Mit der Verwendung von Lep-MAP324, wobei segregationsverzerrte Marker vom Filtermodul ausgeschlossen wurden und nicht gruppierte Marker, wurden 2.481 Marker auf neun Karottenchromosomen in der F2-Population A und 1.586 Marker auf sieben Karottenchromosomen und vier Verknüpfungsgruppen in abgebildet F2-Population B (Suppl. Tables S2–S4, Suppl. Abb. S2, S3).

Die QTL-Analyse ergab 31 QTLs für alle untersuchten Merkmale in der F2-Population A (Tabelle 2, ergänzende Abb. S4). Basierend auf der physischen Position des nächstgelegenen Markers wurden 11 QTLs in den Regionen erkannt, die den Ergebnissen der Assoziationsanalyse entsprechen (innerhalb von 2 MB) (Tabelle 2). Zur visuellen Auswertung wurden der QTL an einer physischen Position um 31 MB auf Chromosom 1, die Farbkomponenten a* und b* sowie der α- und β-Carotingehalt erfasst. Dieser QTL wurde auch durch die Assoziationsanalyse für dieselben Merkmale nachgewiesen (Tabelle 1, Abb. 3).

Interessanterweise zeigte ein additiver Effekt des Fs001-Allels bei einer visuellen Bewertung im Vergleich zu den Farbkomponenten a* und b* und den α- und β-Carotingehalten den gegenteiligen Effekt. Der QTL an einer physischen Position um 4,8 MB auf Chromosom 3 wurde für den Gehalt an α- und β-Carotin ermittelt, und dieser QTL wurde auch durch die Assoziationsanalyse erfasst. In der QTL-Analyse wurde außerdem ein QTL für die Farbkomponente a* an einer physikalischen Position nachgewiesen, die dem QTL für α- und β-Carotingehalte auf Chromosom 3 ähnelt, und dieser QTL wurde von der Assoziationsanalyse nicht erfasst. Durch die Assoziationsanalyse wurden außerdem ein QTL zur visuellen Auswertung auf Chromosom 5, QTLs für den Luteingehalt auf Chromosom 5 und 6 sowie ein QTL für das β/α-Carotin-Verhältnis auf Chromosom 6 ermittelt. Für die visuelle Beurteilung, die Farbkomponente L* und den Luteingehalt wurde ein bei 6,7 Mb auf Chromosom 3 nachgewiesener QTL nachgewiesen. Für die Farbkomponenten a* und b* wurde ein QTL bei 13,2 Mb auf Chromosom 7 nachgewiesen. Im Vergleich zur Assoziationsanalyse wurden bei der QTL-Analyse mehr kleinere QTLs festgestellt.

In der F2-Population B wurde nur ein QTL zur visuellen Auswertung an der physischen Position 5,4 Mb auf Chromosom 3 nachgewiesen. Dieser QTL wurde auch durch die Assoziationsanalyse erkannt. Die physikalische Position des nächstgelegenen Markers dieses QTL in der QTL-Analyse entsprach der Peakposition in der zugehörigen Analyse (Tabellen 1, 2, Abb. 4, ergänzende Abb. S5).

Die Pearson-Korrelation zwischen jedem Phänotyp zeigte, dass drei Farbkomponenten, nämlich L*, a* und b*, der α-Carotin-Gehalt und der β-Carotin-Gehalt stark korrelierten (Suppl. Table S5). Der Luteingehalt korrelierte leicht mit L*, a* und b* und stark mit dem α-Carotingehalt. Da Lutein stromabwärts von α-Carotin biosynthetisiert wird (Abb. 1), steht diese hohe Korrelation von Lutein und α-Carotin im Einklang mit dem Biosyntheseweg. Die visuelle Bewertung korrelierte nicht stark mit anderen Phänotypen.

Wir untersuchten die allelischen Wirkungen der QTLs auf Chromosom 1 und 3, die durch Assoziations- und QTL-Analysen für den α- und β-Carotingehalt festgestellt wurden. Im Median hatten die Karotten mit AA-Allel auf dem SNP, die die höchste Assoziation für α-Carotin zeigten (DCARV2_CHR1_30704558), ca. 1,5-fach höhere Gehalte an α- und β-Carotin als bei denen mit GG-Allel (Suppl. Abb. S6a,b). In ähnlicher Weise hatten im Median die Karotten mit dem GG-Allel auf dem SNP, die die höchste Assoziation für α-Carotin zeigten (DCARV2_CHR3_5849853), ca. 1,3-fach höherer Gehalt an α-Carotin und ca. 1,2-fach höherer Gehalt an β-Carotin im Vergleich zu denen mit AA-Allel (Suppl. Abb. S6c,d). Eine eindeutige genetische Interaktion wie Epistase wurde zwischen den auf den Chromosomen 1 und 3 nachgewiesenen QTLs nicht beobachtet (Suppl. Abb. S7). Zusammen mit beiden QTLs, die auf den Chromosomen 1 und 3 nachgewiesen wurden, hatten die Karotten, deren Allele einen höheren Carotinoidgehalt in beiden QTLs aufwiesen, im Median auch ca. 2,6-fach höheres α-Carotin und ca. 1,8-fach höherer β-Carotingehalt in der Epidermis und im äußeren Phloem der Karottenpfahlwurzel im Vergleich zu solchen mit Allelen, die in beiden QTLs einen niedrigeren Carotinoidgehalt aufweisen (Suppl. Abb. S7).

Die Assoziations- und QTL-Analysen ergaben einen QTL zur visuellen Auswertung, Farbkomponenten a* und b* sowie α- und β-Carotingehalte bei etwa 31 Mb auf Chromosom 1 (Tabellen 1, 2, Abb. 3, Suppl. Abb. S4). ). Um das Kandidatengen dieses QTL zu untersuchen, haben wir in der Ergänzungstabelle S6 vorhergesagte Gene innerhalb des Konfidenzintervalls (2-LOD-Reduktion auf jeder Seite) der physischen Position aufgelistet, die fünf Merkmale (von 30.090.002 bis 31.630.475 bp) überlappt. Innerhalb des Konfidenzintervalls wurden 144 Gene vorhergesagt. Darunter befindet sich DCAR_002576, das einen Photosystem-II-Stabilitäts-/Assemblierungsfaktor, Chloroplast (HCF136), kodiert, bei 30,8 MB. Es hat eine Funktion, die der eines zuvor beschriebenen Y-Gens ähnelt, das an den meisten Farbunterschieden der Karottenwurzeln zwischen Weiß, Gelb und Orange beteiligt ist und von dem angenommen wird, dass es die Entwicklung des Photosystems und funktionelle Prozesse reguliert10. Die Gene, die einen Transkriptionsfaktor und eine unbekannte Funktion kodieren, wurden ebenfalls lokalisiert.

Durch die Assoziations- und QTL-Analyse wurde das QTL um die physische Position bei 5–6 Mb auf Chromosom 3 für α-Carotin- und β-Carotin-Gehalte in F2-Population A nachgewiesen (Abb. 3, Suppl. Abb. S4, Tabellen 1, 2). Beide Analysen erkannten den QTL für die visuelle Auswertung in der F2-Population B bei 5,4 MB auf Chromosom 3 (Abb. 4, Suppl. Abb. S5, Tabellen 1, 2). Innerhalb dieser Region befindet sich das gemeldete Or-Gen (DCAR_009172), das den Carotinoidgehalt in Karotten16 beeinflusst, bei 5,2 MB. Um die Beteiligung von Or zu untersuchen, führten wir eine Sanger-Sequenzierung von Or in den Eltern der Populationen A und B durch. Die Sanger-Sequenzierung erkannte einen T/G-SNP am vierten Codon, gezählt vom 3'-Ende; es verursacht eine nicht-synonyme Aminosäuresubstitution. Der SNP wurde zwischen beiden Eltern der F2-Populationen A und B nachgewiesen (Abb. 5a). Ein Thymin, das mit dem im Karotten-Referenzgenom10 in Fs001 und Fs003 identisch war, wurde in Fs002 durch Guanin ersetzt, was zu einer Änderung von Tyr309 in Fs001 und Fs003 zu Asparaginsäure in Fs002 führte. Es wurden keine anderen SNPs entdeckt, die nicht-synonyme Aminosäuresubstitutionen verursachen, auf Or zwischen beiden Eltern der F2-Populationen A und B.

Der SNP auf Or und die Untersuchung seiner Wirkung auf die Karottenwurzelfarbe in der Zuchtlinie C. (a) Der auf Or zwischen Elternpflanzen in den F2-Populationen A und B nachgewiesene SNP. Der SNP verursacht eine Aminosäuresubstitution. Die obere Sequenz ist identisch mit der Referenzsequenz von Iorizzo et al.10 und die untere Sequenz ist ein neues Allel von Or. (b) Die allelische Wirkung des SNP auf Or in einer anderen Zuchtlinie bei Fujii Seed. TT und TG zeigten TT-Homozygote bzw. TT-Heterozygote des Or-SNP. Die Farbe der Karottenwurzeln wurde visuell in drei Klassen bewertet: dunkle, mittlere und hellorange Farbe (b,c). Alle Pflanzen mit dunkel- oder mittelorange gefärbten Wurzeln zeigten eine Heterozygote für den Or-SNP, und alle Pflanzen mit leicht hellorange gefärbten Wurzeln zeigten TT-Homozygote für den Or-SNP. (c) Beispiele für die Farbe der Karottenwurzeln, visuell bewertet in drei Klassen.

Wir haben einen KASP-Marker entwickelt, der den SNP auf Or genotypisieren könnte. Wir haben den entwickelten KASP-Marker auf die Zuchtlinie C angewendet, deren Wurzelfarbe getrennt war und die die Nachkommen von Fs002 darstellt (Abb. 2). Die Wurzelfarbe der Zuchtlinie C wurde visuell in drei Klassen beurteilt (Abb. 5c). Der Genotyp des KASP-Markers auf Or korrelierte eindeutig mit der visuellen Beurteilung (Abb. 5b). Alle Karotten, deren Wurzelfarbe dunkel und mittelorange war, hatten eine Heterozygote für den SNP auf Or, und alle Karotten, deren Wurzelfarbe hellorange war, hatten eine TT-Homozygote für den SNP. Der entwickelte KASP-Marker könnte zur markergestützten Selektion in der Orangenwurzelkarottenzüchtung eingesetzt werden.

In den Assoziations- und QTL-Analysen der F2-Population A wurde der QTL für das β/α-Carotin-Verhältnis auf Chromosom 6 nachgewiesen und zeigte mit etwa 4,6 Mb den höchsten Assoziations- und LOD-Wert an der physischen Position (Tabellen 1 und 2, Abb. 3, Suppl. Abb. S4). Iorizzo et al.10 fassten die orthologen und homologen Kandidatengene der Karotte, die an den plastidären 2-C-Methyl-D-erythritol-4-phosphat (MEP)- und Carotinoidwegen beteiligt sind, in einer Tabelle zusammen. Der Tabelle zufolge befindet sich DCAR_022896 (das über eine Lycopincyclase-Domäne verfügt) an einer physischen Position bei 4,1 MB auf Chromosom 6. Die Carotinoid-Biosynthese gabelt sich nach Lycopin, um durch enzymatische Aktivität der beiden Lycopincyclasen Lycopin ε- und β-Carotinoide zu produzieren ε-Cyclase (LCYE) und Lycopin-β-Cyclase (LCYB)34 (Abb. 1). Darüber hinaus ist bekannt, dass die Anteile von β-Carotin und α-Carotin hauptsächlich durch die Vergleichsmengen und/oder Aktivitäten der LCYB- und LCYE-Enzyme bestimmt werden26,35,36,37,38.

Es ist bekannt, dass LCYB, Neoxanthin-Synthase (NSY) (die Violaxanthin in Neoxanthin katalysiert), Capsanthin-Capsorubin-Synthase (CCS) (die die Umwandlung von Antheraxanthin und Violaxanthin in Capsanthin bzw. Capsorubin katalysiert) (Abb. 1) und Chromoplast -spezifische Lycopin-β-Cyclase (CYC-B) weist eine hohe Sequenzhomologie und ähnliche mutmaßliche katalytische Mechanismen26,27,39,40 auf.

Unsere phylogenetische Analyse von DCAR_022896, LCYE, LCYB, NSY, CCS und CYC-B in Karotte und Arabidopsis sowie Solanum lycopersicum, Carica papaya, Citrus sinensis, Capsicum annuum und Lillium lancifolium zeigte, dass DCAR_022896 zur gleichen Gruppe wie CYC gehörte -B in C. sinensis und C. papaya (Abb. 6a). Auf Aminosäureebene hatte DCAR_022896 eine Identität von 76,9 % mit CYC-B in C. sinensis und 62,1 % mit CYC-B in C. papaya. CYC-B ist ein LCYB und wandelt Lycopin in Chromoplasten, wo sich Carotinoide ansammeln41,42, auf spezifische Weise26 in β-Carotin um (Abb. 1). Darüber hinaus ergab unsere BLAST-Suche nach Primern für das gemeldete LCYB2 in Karotten, dass CYC-B (DCAR_022896) in der vorliegenden Studie mit LCYB25,6,43,44 identisch ist. Wir gehen daher davon aus, dass DCAR_022896 ein mögliches Kandidatengen für das β/α-Carotin-Verhältnis sein könnte, und haben die Aminosäuresequenzen zwischen den Eltern der F2-Population A durch Sanger-Sequenzierung verglichen. Der Aminosäurevergleich ergab fünf Aminosäureaustausche zwischen den Eltern der F2-Population A (Abb. 6b). Diese Ergebnisse legen die Möglichkeit nahe, dass CYC-B ein Kandidatengen für das QTL und die Beteiligung von CYC-B am β/α-Carotin-Verhältnis in der Karottenwurzel sein könnte.

Der phylogenetische Baum basiert auf den Aminosäuresequenzen von LCYE, LCYB, CYC-B, NSY und CCS und den Aminosäureaustauschen zwischen den Elternpflanzen der F2-Population A auf DCAR_022896. (a) Der phylogenetische Baum wurde mit der Neighbor-Joining-Methode basierend auf den Aminosäuresequenzen von Daucus carota DCAR_022896, D. carota LCYE (DCAR_028276), Arabidopsis thaliana LCYE (At5g57030), D. carota LCYB (DCAR_020544), A. gezeichnet. thaliana LCYB (At3g10230), Solanum lycopersicum CYC-B, Carica papaya CYC-B (evm.model.supercontig_195.16), Citrus sinensis CYC-B (orange1.1g010693m.g), D. carota NSY (DCAR_017191), D. carota NSY(2) (DCAR_025914), A. thaliana NSY (At1g67080), S. lycopersicum NSY (CAB93342.1), Capsicum annuum CCS (Q42435.1) und Lillium lancifolium CCS (JF304153). Die Werte an den Knoten geben die prozentuale Konsensunterstützung an, die mithilfe eines Bootstrapping-Tests mit 1.000 Replikationen berechnet wurde. (b) Fünf Aminosäuresubstitutionen (schwarz gefüllter Kreis) wurden zwischen Samen- (Fs001) und Polleneltern (Fs002) der F2-Population A auf DCAR_022896 festgestellt. Ähnliche Ersetzungen werden grau hinterlegt dargestellt.

Unsere Assoziations- und QTL-Analysen unter Verwendung der beiden aus Orangenwurzelkarotten stammenden F2-Populationen ergaben 21 und 32 QTLs für Karottenwurzelfarbmerkmale (Abb. 3, 4, ergänzende Abb. S4, S5, Tabellen 1, 2). Der bei etwa 31 Mb auf Chromosom 1 nachgewiesene QTL wurde in beiden Analysen nachgewiesen und zeigte hohe -log10P- und LOD-Werte; Dies erklärte einen Großteil der phänotypischen Varianz für die visuelle Beurteilung, der Farbkomponenten a* und b* sowie des α- und β-Carotingehalts. Das G-Allel an der physischen Position bei 30.704.558 bp auf Chromosom 1 war gegenüber dem A-Allel hinsichtlich des α- und β-Carotingehalts dominant (Supp. Abb. S6). Um Karotten mit einem höheren Carotinoidgehalt zu züchten und auszuwählen, wäre die Auswahl eines homozygoten AA-Allels für diesen Locus erforderlich. Die quantitativen Unterschiede in der Wurzelfarbe und dem Carotinoidgehalt werden durch Umweltbedingungen wie Temperatur sowie die Feld- und Lichtbedingungen nach der Ernte beeinflusst. Eine vollständige Auswahl der Wurzelfarbe und des Carotinoidgehalts nach Aussehen ist daher sehr schwierig. DNA-Marker des QTL bei etwa 31 Mb auf Chromosom 1 sowie des QTL auf Chromosom 3 wären für die Orangenkarottenzucht hilfreich (Suppl. Abb. S6, S7).

Es gibt keine annotierten Gene für MEP- und Carotinoidwege innerhalb von 5 MB von der physischen Position von 31 MB auf Chromosom 1, wo der höchste Assoziations- und LOD-Score festgestellt wurde10. Allerdings liegt DCAR_002576 (das Gen, das den Stabilitäts-/Assemblierungsfaktor des Photosystems II kodiert) bei 30,8 MB, und diese Funktion ähnelt der von Y und erklärt den Farbunterschied von Weiß, Gelb und Orange in der Karottenwurzel; Beide Gene spielen eine Rolle im Photosystem10,45. In der Speicherwurzel von Süßkartoffeln werden mehrere Gene, die an der Plastidenbiosynthese beteiligt sind, einschließlich des Photosystems II, zwischen weißen Mutanten und β-Carotin-akkumulierenden orangefarbenen Süßkartoffelsorten unterschiedlich exprimiert46. Es ist wahrscheinlich, dass der Polymorphismus von DCAR_002576 einen quantitativen Unterschied im Carotinoidgehalt verursacht und die Wurzelfarbe beeinflusst, obwohl weitere Analysen erforderlich sind, um diese Möglichkeit zu untersuchen.

Ein Haupt-QTL für den Luteingehalt wurde in der F2-Population A auf Chromosom 5 nachgewiesen (Abb. 3, ergänzende Abb. S4, Tabellen 1, 2), wohingegen keine vorhergesagten Gene für MEP- und Carotinoidwege10 oder für Chromatin-modifizierendes Histon annotiert sind Methyltransferase, SDG8 (CCR1), die den Luteingehalt in Blättern47 um diesen Ort herum beeinflusst, mit Ausnahme von Neoxanthinsynthase (NSY). Das NSY-Gen befindet sich ca. 1,1 MB von der physischen Position der höchsten Vereinigung für Luteingehalt entfernt. NSY spielt eine Rolle stromabwärts eines anderen Zweigs, der kein Lutein in die Carotinoid-Biosynthese einbezieht (Abb. 1), und es wurde keine Rückkopplungsregulation zwischen NSY und dem Luteingehalt berichtet. Wir können jedoch die Möglichkeit nicht ausschließen, dass die Mutation des NSY eines anderen Zweigs die Flussrate jedes Zweigs beeinflusst, was zu einer Auswirkung auf den Luteingehalt führt. Weitere Analysen wie eine kartenbasierte Strategie sind erforderlich, um die Kandidatenregionen einzugrenzen und Kandidatengene für QTLs auf Chromosom 1 für mehrere Farbphänotypen und Chromosom 5 für den Luteingehalt sowie für die anderen in dieser Studie aufgedeckten signifikanten QTLs zu identifizieren.

Die QTL-Analyse erkannte QTL bei 6,7 MB auf Chromosom 3 zur visuellen Beurteilung, Farbkomponente L* und Luteingehalt. Die physikalische Position des QTL ähnelt der des QTL, der bei 4,1 Mb für die Farbkomponente a* erkannt wurde, und dem QTL, der bei 4,8 Mb für den Gehalt an α- und β-Carotin erkannt wurde. Weitere Analysen sind erforderlich, um festzustellen, ob diese QTLs identisch sind oder nicht. Die QTLs mit großer Wirkung wurden sowohl durch die Assoziations- als auch durch die QTL-Analyse erkannt. QTLs mit geringer Wirkung würden jedoch aufgrund falsch-positiver und falsch-negativer Nachweise von beiden Analysen nicht erkannt. Die 11 QTLs, die in beiden Analysen dieser Studie ermittelt wurden, sind zuverlässiger.

Die Pearson-Korrelation zeigte keine hohe Korrelation zwischen der visuellen Farbbewertung und anderen Phänotypen (Suppl. Table S2). Erfahrene Züchter bewerten die Wurzelfarbe umfassend, einschließlich des Glanzes und der Textur der Karottenoberfläche, und daher könnten die erkannten Assoziationen, die nur zur visuellen Beurteilung dienen, mit diesen Phänotypen in Zusammenhang stehen.

Karotte Or wurde kürzlich identifiziert und wird mit dem Vorhandensein von Carotinoid in der Karottenwurzel in Verbindung gebracht16. Die Nähe der physischen Positionen und Funktionen von Or legt nahe, dass QTL, das bei etwa 5–6 Mb auf Chromosom 3 nachgewiesen wurde, möglicherweise durch Or verursacht wurde. In der vorliegenden Studie wurde durch Sanger-Sequenzierung zwischen den Eltern der F2-Populationen A und B ein SNP nachgewiesen, der eine nicht-synonyme Mutation verursacht (Abb. 5a). Wir konnten die Sequenzen der Promotorregion stromaufwärts von Or in den Elternlinien nicht vergleichen und können daher die Möglichkeit nicht ausschließen, dass Polymorphismus(e) in der Promotorregion den phänotypischen Unterschied verursachen. Da die Zuchtlinie C von Fs002 abgeleitet wurde (Abb. 2), würde ein dunkeloranges Allel von Fs002 abgeleitet werden.

Die Assoziations- und QTL-Analysen in der F2-Population A ergaben den QTL für das β/α-Carotin-Verhältnis auf Chromosom 6; CYC-B befindet sich in der QTL-Region (Abb. 3h, Suppl. Abb. S4h, Tabellen 1, 2). In mehreren Modellpflanzen wie Arabidopsis thaliana48, Reis (Oryza sativa)49 und Mais (Zea mays)35,50 wird LCYB von einem einzelnen Gen kodiert. Allerdings wird LCYB in einigen Pflanzenarten, die große Mengen an Carotinoiden in nicht photosynthetischen Organen wie Früchten und Blüten ansammeln, von zwei Genen kodiert44. Diese Gene werden in photosynthetischen und nicht photosynthetischen Organen unterschiedlich exprimiert, und Gene, die in nicht photosynthetischen Organen exprimiert werden, wurden CYC-B genannt. Wie bereits erwähnt ist CYC-B eine chromoplastenspezifische Lycopin-β-Cyclase.

Karotte hat zwei LCYBs: LCYB1 und LCYB23. Unsere vorliegende phylogenetische Analyse zeigte, dass die Karotten LCYB1 (LCYB) und LCYB2 (CYC-B) zu den LCYB- bzw. CYC-B-Kladen gehören (Abb. 6a). CYC-B wurde erstmals in Tomaten (Solanum lycopersicum) als frucht- und blütenspezifische Lycopin-β-Cyclase26 beschrieben und soll auch für die Fruchtfarbe in Papayas (Carica papaya)28 und Zitrusfrüchten (Citrus sinensis) verantwortlich sein für eine hohe Lycopin-Anreicherung in roten Grapefruits29. In Karotten wird LCYB1 im Gegensatz zu Pflanzen, die über organspezifische LCYBs verfügen, sowohl in Blättern als auch in der Wurzel exprimiert, und der Transkriptspiegel von LCYB1 steigt mit zunehmendem Carotinoidgehalt während der Wurzelentwicklung44,51. Da die Assoziations- und QTL-Analysen in dieser Studie ein QTL um die CYC-B-Region entdeckten, spekulieren wir, dass in der Carotinoid-akkumulierenden Karottenwurzel neben LCYB (LCYB1) auch CYC-B (LCYB2) eine Rolle spielen könnte Carotinoid-Biosynthese. Weitere funktionelle Analysen wie eine Expressionsstudie von CYC-B (LCYB2) in mehreren Organen und Entwicklungsstadien und eine Untersuchung der subzellulären Lokalisierung von CYC-B (LCYB2) in Karotten sind notwendig, um die Beteiligung von CYC-B am Carotinoid zu klären Inhalt der Karottenpfahlwurzel und die Funktionen der beiden LCYBs in Karotten.

Visuelle Erscheinungsmerkmale sind wichtige Ziele bei der Karottenzucht in Japan, und die „beste leuchtend orange Farbe“ wird auf der Grundlage eines Vergleichs winziger Farbunterschiede ausgewählt, wie in Abb. 5c dargestellt. Die vorliegende Studie liefert die ersten Ergebnisse von Assoziations- und QTL-Analysen für die Wurzelfarbe von Karotten für die Auswahl der leuchtend orangen Farbe in Orangenwurzelpopulationen. Der entwickelte KASP-Marker auf Or sowie die SNPs, die signifikante Assoziationen aufweisen, werden zur Züchtung orangefarbener Karotten beitragen.

Nukleotidsequenzdaten für ddRADseq in F2-Population A und B sind im DDBJ Sequence Read Archive unter den Zugangsnummern DRA012848 bis DRA012853 verfügbar.

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Referenzen herunterladen

Wir danken Dr. K. Shirasawa vom Kazusa DNA Research Institute für technische Ratschläge und Frau S. Sasamoto, Frau R. Aomiya und Frau T. Shibazaki vom Kazusa DNA Research Institute für ihre technische Unterstützung. Wir danken auch Herrn H. Hirose, Herrn Y. Yoshida und Herrn S. Yoshida von Yoshida Seed für die Bewirtschaftung ihrer Karottenfelder sowie allen Mitarbeitern von Fujii Seed für die Vorbereitung des Karottenmaterials.

Fujii Seed Co. Ltd., Fujii Seed, 2-12-38 Juso-higashi, Yodogawa-ku, Osaka, 532-0023, Japan

Taeko Shibaya, Chika Kuroda und Takayoshi Fujii

Kazusa DNA Research Institute, Kisarazu, Chiba, 292-0818, Japan

Hisano Tsuruoka, Chiharu Minami, Akiko Obara, Shinobu Nakayama, Yoshie Kishida und Sachiko Isobe

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TS entwarf das Experiment, führte Assoziations- und QTL-Analysen durch und schrieb das Manuskript; SI leitete die Studie an, entwarf das Experiment und korrigierte das Manuskript; HT, CM und AO führten das Experiment durch; SN und YK führten eine NGS-Datenanalyse durch; CK und TF stellten Pflanzenmaterial zur Verfügung und bewerteten Phänotypen. Alle Autoren haben das endgültige Manuskript gelesen und genehmigt.

Korrespondenz mit Taeko Shibaya.

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Nachdrucke und Genehmigungen

Shibaya, T., Kuroda, C., Tsuruoka, H. et al. Identifizierung von QTLs für Wurzelfarbe und Carotinoidgehalt in F2-Populationen japanischer Orangenkarotten. Sci Rep 12, 8063 (2022). https://doi.org/10.1038/s41598-022-11544-7

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Eingegangen: 25. Oktober 2021

Angenommen: 18. April 2022

Veröffentlicht: 16. Mai 2022

DOI: https://doi.org/10.1038/s41598-022-11544-7

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